Соответствие морфологии бутонов и пыльников стадиям развития мужского гаметофита дыни (Cucumis melo L.)

Выявление корреляций между морфологическими признаками бутонов и стадиями развития мужского гаметофита представляет большой практический интерес, так как наличие надежного маркера ускоряет и упрощает отбор подходящего растительного материала для культуры изолированных микроспор. Культура изолированных микроспор позволяет в короткие сроки получать чистые линии многих овощных культур, однако для дыни (Cucumis melo L.) эта технология пока не получила распространения. Чтобы успешно применить данную технологию для новой культуры, необходимо оптимизировать множество ее элементов, прежде всего подобрать морфологические маркеры, позволяющие отбирать бутоны, которые содержат микроспоры определенных стадий развития. В нашей работе приведена оценка корреляции между длиной бутонов, диаметром бутонов, длиной видимой части венчика, длиной пыльников и стадиями развития мужского гаметофита дыни F1 гибрида Kim Hong Ngoc. Наиболее сильная корреляция установлена для диаметра бутонов, коэффициент корреляции составил 0.885. Сильная корреляция выявлена также для длины бутона, коэффициент корреляции 0.880. Длина видимой части венчика являлась менее надежным признаком, а длину пыльников не следует использовать в качестве параметра для прогнозирования стадий развития мужского гаметофита дыни. Отмечено, что в одном пыльнике одновременно находились микроспоры и пыльцевые зерна разных стадий развития. В бутонах длиной менее 4.00 мм и диаметром до 1.51 ± 0.02 мм преобладали тетрады; в бутонах длиной 4.0–4.9 мм и диаметром 2.30 ± 0.02 мм обнаружена наибольшая доля ранних микроспор, при этом преобладали микроспоры средней стадии развития; в бутонах длиной 5.0–5.9 мм и диаметром 2.32 ± 0.00 мм преобладали средние и поздние вакуолизированные микроспоры; в бутонах длиной 6.0–8.9 мм и диаметром 2.96 ± 0.37 мм – поздние вакуолизированные микроспоры; в бутонах длиной 9.0 мм и более, диаметром 3.97 ± 0.34 мм и более – двухклеточная пыльца.

1. Abdollahi M.R., Najafi S., Sarikhani H., Moosavi S.S. Induction and development of anther-derived gametic embryos in cucumber (Cucumis sativus L.) by optimizing the macronutrient and agar concentrations in culture medium. Turk. J. Biol. 2016;40:571-579. DOI 10.3906/biy-1502-55.

2. Adhikari P.B., Kang W.H. Association of floral bud and anther size with microspore developmental stage in Campari tomato. Korean J. Hortic. Sci. Technol. 2017;35(5):608-617. DOI 10.12972/kjhst.20170065.

3. Babbar S.B., Agarwal P.K., Sahay S., Bhojwani S.S. Isolated microspore culture of Brassica: an experimental tool for developmental. Indian J. Biotechnol. 2004;3:185-202.

4. Binarovа P., Hause G., Cenklovа V., Cordewener J.H.G., Van Lookeren Campagne M.M. A short severe heat shock is required to induce embryogenesis in late bicellular pollen of Brassica napus L. Sex. Plant Reprod. 1997;10:200-208. DOI 10.1007/s004970050088.

5. Blackmore S., Wortley A.H., Skvarla J.J., Rowley J.R. Pollen wall development in flowering plants. New Phytol. 2007;174(3):483-498. DOI 10.1111/j.1469-8137.2007.02060.x.

6. Chen J., Vanek E., Pieper M. Method for Producing Haploid, Dihaploid and Doubled Haploid Plants by Isolated Microspore Culture. Patent Int. Publ. No. WO 2017/017108 A1. Publ. date Feb. 2, 2017.

7. Custers J.B.M., Cordewener J.H.G., Fiers M.A., Maasen B.T.H., van Lookeren Campagne M.M., Liu C.M. Androgenesis in Brassica: a model system to study the initiation of plant embryogenesis. In: Bhojwani S.S., Soh W.T. (Eds.) Current Trends in The Embryology of Angiosperms. Dordrecht: Springer, 2001;451-469. DOI 10.1007/978-94-017-1203-3_18.

8. De Moraes A.P., Bered F., De Carvalho F.I.F., Kaltchuk-Santos E. Morphological markers for microspore developmental stage in maize. Braz. Arch. Biol. Technol. 2008;51(5):911-916. DOI 10.1590/S1516-89132008000500006.

9. Djatchouk T.I., Khomyakova O.V., Akinina V.N., Kibkalo I.A., Pominov A.V. Microspore embryogenesis in vitro: the role of stresses. Vavilovskii Zhurnal Genetiki i Selektsii = Vavilov Journal of Genetics and Breeding. 2019;23(1):86-94. DOI 10.18699/VJ19.466. (in Russian)

10. Dunwell J.M. Haploids in flowering plants: origins and exploitation. Plant Biotechnol. J. 2010;8:377-424. DOI 10.1111/j.1467-7652.2009.00498.x.

11. Ferrie A.M.R., Caswell K.L. Isolated microspore culture techniques and recent progress for haploid and doubled haploid plant production. Plant Cell Tissue Organ Cult. 2011;104:301-309. DOI 10.1007/s11240-010-9800-y.

12. Germanà M.A. Anther culture for haploid and doubled haploid production. Plant Cell Tissue Organ Cult. 2011;104:283-300. DOI 10.1007/s11240-010-9852-z.

13. Gorecka K., Kowalska U., Krzyżanowska D., Kiszczak W. Obtaining carrot (Daucus carota L.) plants in isolated microspore cultures. J. Appl. Genet. 2010;51(2):141-147. DOI 10.1007/BF03195722.

14. Han N., Kim S.U., Park H.Y., Na H. Microspore-derived embryo formation and morphological changes during the isolated microspore culture of radish (Raphanus sativus L.). Korean J. Hortic. Sci. Technol. 2014;32(3):382-389. DOI 10.7235/hort.2014.13170.

15. Hooghvorst I., Torrico O., Hooghvorst S., Nogués S. In situ parthenogenetic doubled haploid production in melon “Piel de Sapo” for breeding purposes. Front. Plant Sci. 2020;11:378. DOI 10.3389/fpls.2020.00378.

16. Kozar E.V., Domblides E.A., Soldatenko A.V. Factors affecting DH plants in vitro production from microspores of European radish. Vavilovskii Zhurnal Genetiki i Selektsii = Vavilov Journal of Genetics and Breeding. 2020;24(1):31-39. DOI 10.18699/VJ20.592.

17. Lotfi M., Alan A.R., Henning M.J., Jahn M.M., Earle E.D. Production of haploid and doubled haploid plants of melon (Cucumis melo L.) for use in breeding for multiple virus resistance. Plant Cell Rep. 2003;21(11):1121-1128. DOI 10.1007/s00299-003-0636-3.

18. Maluszynski M., Kasha K., Forster B.P., Szarejko I. (Eds.) Doubled Haploid Production in Crop Plants: A manual. Netherlands: Kluwer Acad. Publ., 2003.

19. Nguyen M.L., Ta T.H.T., Huyen T.N.B.T., Voronina A.V. Anther-derived callus formation in bitter melon (Momordica charantia L.) as influenced by microspore development stage and medium composition. Selskokhozyaystvennaya Biologiya = Agricultural Biology. 2019;54(1):140-148. DOI 10.15389/agrobiology.2019.1.140eng.

20. Niazian M., Shariatpanahi M.E. In vitro-based doubled haploid production: recent improvements. Euphytica. 2020;216:69. DOI 10.1007/s10681-020-02609-7.

21. Parra-Vega V., Renau-Morata B., Sifres A., Seguí-Simarro J.M. Stress treatments and in vitro culture conditions influence microspore embryogenesis and growth of callus from anther walls of sweet pepper (Capsicum annuum L.). Plant Cell Tissue Organ Cult. 2013; 112(3):353-360. DOI 10.1007/s11240-012-0242-6.

22. Salas P., Rivas-Sendra A., Prohens J., Segui-Simarro J.M. Influence of the stage for anther excision and heterostyly in embryogenesis induction from eggplant anther cultures. Euphytica. 2012;184:235-250. DOI 10.1007/s10681-011-0569-9.

23. Sauton A. Doubled haploid production in melon. In: Proceedings of the EUCARPIA Meeting on Cucurbit Genetics and Breeding. Avignon–Montfavet, France, 1988;06(01-02):119-128.

24. Sebastian P., Schaefer H., Telford I.R.H., Renner S.S. Cucumber (Cucumis sativus) and melon (C. melo) have numerous wild relatives in Asia and Australia, and the sister species of melon is from Australia. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010;107(32):14269-14273. DOI 10.1073/pnas.1005338107.

25. Segui-Simarro J.M., Nuez F. Meiotic metaphase I to telophase II as the most responsive stage during microspore development for callus induction in tomato (Solanum lycopersicum) anther cultures. Acta Physiol. Plant. 2005;27:675-685. DOI 10.1007/s11738-005-0071-x.

26. Shmykova N.A., Khimich G.A., Korotseva I.B., Domblides E.A. Prospective of development of doubled haploid plants of Cucurbitaceae family. Ovoshchi Rossii = Vegetable Crops of Russia. 2015a;3-4: 28-31. DOI 10.18619/2072-9146-2015-3-4-28-31. (in Russian)

27. Shmykova N.A., Shumilina D.V., Suprunova T.P. Doubled haploid production in Brassica L. Vavilovskii Zhurnal Genetiki i Selektsii = Vavilov Journal of Genetics and Breeding. 2015b;19(1):111-120. DOI 10.18699/VJ15.014. (in Russian)

28. Sumarmi S., Daryono B.S., Rachmawati D., Indrianto A. Determination of soybean (Glycine max L. [Merrill]) microspores development stage based on the length of flower buds. J. Biol. Res. 2014;20:6-11. DOI 10.23869/bphjbr.20.1.20142.

29. Takahata Y., Keller W.A. High frequency embryogenesis and plant regeneration in isolated microspore culture of Brassica oleracea L. Plant Sci. 1991;74:235-242. DOI 10.1016/0168-9452(91)90051-9.

30. Telmer C.A., Simmonds D., Newcomb W. Determination of developmental stage to obtain high frequencies of embryogenic microspores in Brassica napus. Physiol. Plant. 1992;84:417-424. DOI 10.1111/j.1399-3054.1992.tb04685.x.

31. Touraev A., Pfosser M., Vicente O., Heberle-Bors E. Stress as the major signal controlling the developmental fate of tobacco microspores: towards a unified model of induction of microspore/pollen embryogenesis. Planta. 1996;200:144-152.

32. Vergne P., Delvallee I., Dumas C. Rapid assessment of microspore and pollen development stage in wheat and maize using DAPI and membrane permeabilization. Stain Technol. 1987;62:299-304. DOI 10.3109/10520298709108014.

33. Weber S., Unker W., Friedt W. Improved doubled haploid production protocol for Brassica napus using microspore colchicine treatment in vitro and ploidy determination by flow cytometry. Plant Breeding. 2005;124:511-513. DOI 10.1111/j.1439-0523.2005.01114.x.

34. Winarto B., Teixeira da Silva J.A. Microspore culture protocol for Indonesian Brassica oleracea. Plant Cell Tissue Organ Cult. 2011;107: 305-315. DOI 10.1007/s112400110081z.

35. Yi D., Sun J., Su Y., Tong Z., Zhang T., Wang Z. Doubled haploid production in alfalfa (Medicago sativa L.) through isolated microspore culture. Sci. Rep. 2019;9:9458. DOI 10.1038/s41598-019-45946-x.

36. Zhan Y., Chen J.F., Malik A.A. Embryoid induction and plant regeneration of cucumber (Cucumis sativus L.) through microspore culture. Acta Hortic. Sin. 2009;36(2):221-226.

37. Zhang C., Tsukuni T., Ikeda M., Sato M., Okada H., Ohashi Y., Matsuno H., Yamamoto T., Wada M., Yoshikawa N., Matsumoto S., Li J., Mimida N., Watanabe M., Suzuki A., Komori S. Effects of the microspore development stage and cold pre-treatment of flower buds on embryo induction in apple (Malus×domestica Borkh.) anther culture. J. Jpn. Soc. Hortic. Sci. 2013;82(2):114-124. DOI 10.2503/jjshs1.82.114.