Zusammenfassung
Als wurzelparasitisches Unkraut besitzt Phelipanche ramosa (verzweigte Sommerwurz) neben P. aegyptiaca den breitesten Wirtspflanzenkreis unter den Orobanche und Phelipanche Arten. In Westeuropa befällt sie mit zunehmender Aggressivität Kulturen wie Raps, Tabak, Hanf und Tomaten. Die einzigartige Biologie der Wurzelparasiten und die enge Verbindung zu ihrer Wirtspflanze reduziert ihre Bekämpfung auf ein Minimum. Zu den Bekämpfungsmaßnahmen zählen (a) physikalische Verfahren (z. B. Jäten, Solarisation, tiefes Pflügen, Abflammen und Überschwemmen), (b) chemische (z. B. Bodenfumigation, Einsatz von Herbiziden und Keimstimulantien und (c) biologische Methoden (z. B. resistente Sorten, Einsatz von Pilzen und Insekten als Antagonisten, Feind und Fallenpflanzen). In Deutschland wird im Tabakanbau überwiegend auf das Herbizid-Verfahren gesetzt. Dafür wird Glyphosphat in sehr niedriger Konzentration, wenn sich die ersten Tuberkel gebildet haben, ausgebracht. Ein pilzlicher Antangonist ist zwar gegen das parasitisches Unkraut an Tabak in Deutschland gefunden worden, konnte aber bisher nicht bis zum Mykoherbizid entwickelt werden.
Nachdem der Hanfanbau in Deutschland an Bedeutung verloren hatte, ist vor allem Tabak als Hauptwirt für P. ramosa geblieben. In den letzten 10 Jahren scheint sie sich immer weiter auszubreiten und kommt mittlerweile in Gebieten vor, die früher frei von der verzweigten Sommerwurz waren. Durch Wegfall der EU-Subventionen in 2009 begannen manche Tabakpflanzer anstatt Tabak Petersilie auf ihren Flächen anzubauen. Dies hatte zur Folge, dass diese nun mit P. ramosa befallen wurde. Noch vor 10 Jahren als Fallenpflanze eingesetzt, hatte die Petersilie eine eher geringe Wirkung auf die verzweigte Sommerwurz. Dieses Gefährdungspotential vor allem durch weitere potentielle Wirtspflanzen, wie z. B. Raps, Tomaten und Kartoffeln oder Ackerunkräuter sollte nicht unterschätzt werden. Durch geeignete phytosanitäre Maßnahmen und einer verbesserten Informationspolitik sollte die stetig wachsende Ausbreitung sowie Ausweitung des Wirtspflanzenspektrums der verzweigten Sommerwurz in Deutschland eingedämmt werden.
Abstract
The root parasitic weeds Phelipanche ramosa (branched broomrape) and P. aegyptiaca have the widest host range among Orobanche and Phelipanche species. In Western Europe, P. ramosa attacks, with increasing aggressiveness, crops such as oilseed rape, tobacco, hemp, and tomato. The unique biology of root parasites, establishes a closed link with their host plant, thus reducing the possibility to successfully control them. Control measures include (a) physical processes (such as weeding, solarization, deep ploughing, burning off, flooding), (b) chemical (like soil fumigation, use of herbicides, germination stimulants) and (c) biological methods (e.g. resistant varieties, use of fungi and insects as antagonists, trap and catch crops). German tobacco growers rely mostly on the herbicide method. They apply glyphosate in very low concentrations, when the first tubercles are formed. Also a fungal antagonist against the parasitic weed on tobacco was found in Germany, but until now has not been developed into a commercial mycoherbicide.
After hemp production lost its significance as a crop in Germany, tobacco remained as the main host for P. ramosa. In the past 10 years, branched broomrape has spread out and currently it can be found in areas where previously were free of it. Since the elimination of EU subsidies, some tobacco growers began to cultivate on their land parsley instead of tobacco. As a result, parsley has now been infected with P. ramosa. When used 10 years ago as catch crop, parsley had a rather small effect on branched broomrape. This potential danger, especially by other potential host plants, such as oilseed rape, tomato and potato or even weeds should not be underestimated. Spread and expansion of the host plant spectrum of branched broomrape in Germany might be reduced by the introduction of appropriate phytosanitary measures and improved information policies.
Literatur
Amsellem Z, Kleifeld Y, Kerenyi Z, Hornok L, Golfwasser Y, Gressel J (2001) Isolation, identification, and activity of mycoherbicidal pathogens from juvenile broomrape plants. Biol Control 21:274–284
Bedi J, Donchev N (1991) Results of mycoherbicide control of sunflower brommrape (Orobanche cumana Wall.) under glasshouse and field conditions. In: Ransom J, Musselmann L, Worsham A, Parker C (Hrsg) Proceedings of the 5th International Symposium of Parasitic Weeds. Nairobi, S 76–82
Benharrat H, Boulet C, Theodet C, Thalourarn P (2005) Virulence diversity among branched broomrape (O. ramosa L.) populations in France. Agron Sustain Dev 25:123–128
Bouwmeester HJ, Matsova R, Sun ZK, Beale MH (2003) Secondary metabolite signalling in host-parasitic plant interactions. Curr Opin Plant Biol 6:358–364
Brault-Hernandez M, Mornet F (2007) Orobanche ramosa on tobacco in France: extension, biology and control methods. CORESTA Congress, Krakau, Agro-Phyto Groups, AP 28. http://www.coresta.org/Past_Abstracts/Krakow2007-AgroPhyto.pdf
Buschmann H (2004) Hanftod, Tabakwürger – bald auch eine Bedrohung für den Raps. Gesundes Pfl 56:39–47
Buschmann H, Gonsior G, Sauerborn J (2005a) Pathogenicity of branched broomrape (Orobanche ramosa) populations on tobacco cultivars. Plant Path 54:650–656
Buschmann H, Komle S, Gonsior G, Sauerborn J (2005b) Susceptibility of oilseed rape (Brassica napus ssp napus) to branched broomrape (Orobanche ramosa L.). J Plant Dis Protect 112:65–70
Cailleteau B, Mornet F, Verrier JL (2006) A genetically determined trait in flue-cured tobacco results in low germination of Orobanche ramosa L. seed. CORESTA Congress, Paris, Agro-Phyto Groups, AP 24. http://www.coresta.org/Past_Abstracts/Paris2006-AgroPhyto-Dec06.pdf
Chater A, Webb D (1972) Orobanche L. In: Tutin T, Heywood V, Burges N et al. (Hrsg) Flora Europaea, Vol. 3. The University Press, Cambridge, S 286–293
Covarelli L (2002) Studies on the control of broomrape (Orobanche ramosa L.) in Virginia tobacco (Nicotiana tabacum L.). Contributions to Tobacco Research 20:77–81
Delavault P, Simier P, Thoiron S, Veronesi C, Fer A, Thalouran P (2002) Isolation of mannose 6-phosphate reductase cDNA, changes in enzyme activity and mannitol content in broomrape (Orobanche ramosa) parasitic on tomato roots. Physiol Plant 115:48–55
Demuth S (1992) Über einige seltene Orobanche-Arten. Carolinea 50:57–66
Dhanapal GN, Struik PC, Udaykumar M, Timmermanns PCJM (1996) Managment of broomrape (Orobanche spp.) – A review. J Agro Crop Sci 175:335–359
Diaz S, Norambuena M, Lopez-Granados F (2006) Characterization of the holoparasitism of Orobanche ramosa on tomatoes under field conditions (in Spanish). Agric Tec 66:223–234
Dörr I, Kollmann R (1974) Strukturelle Grundlage des Parasitismus bei Orobanche. Protopl 80:245–259
Engel H (1963) Massenauftreten von Orobanche an Sellerie. Ges Pfl 15:28–30
Fernandez-Martinez J, Melero-Vara J, Munoz-Ruz J, Dominguez J (2000) Selection of wild and cultivated sunflower for resistance to a new broomrape race that overcomes resistance of the Or5 gene. Crop Sci 40:550–555
Gibot-Leclerc S, Brault M, Pinochet X, Salle G (2003) Potential role of winter rape weeds in the extension of broomrape in Poitou-Charentes. Compt Rend Biol 326:645–658
Gonsior G, Buschmann H, Szinicz G, Spring O, Sauerborn J (2004) Induced resistance – an innovative approach to manage branched broomrape (Orobanche ramosa) in hemp and tobacco. Weed Sci 52:1050–1053
Gonzalez A, Rodriguez A (1981) Life cycle of Orobanche ramosa L. in two soils at different dates (in Spanish). In: Resumenes, 1ra. Jornada Cientifico de Sanidad Vegetal, Villa Clara. S 21
Haidar MA, Bibi W, Sidahmed MM (2003) Response of branched broomrape (Orobanche ramosa) growth and development to various soil amendments in potato. Crop Protect 22:291–294
Joel D, Hershenhorn J, Eizenberg H et al (2007) Biology and management of weedy root parasites. Horticul Rev 33:267–350
Koch L (1887) Die Entwicklungsgeschichte der Orobanchen mit besonderer Berücksichtigung ihrer Beziehung zu den Kulturpflanzen. Carl Winter’s Universitätsbuchhandlung, Heidelberg
Kohlschmid E (2010) Assessment of the biocontrol agent Fusarium oxysporum for controlling Phelipanche ramosa in tobacco fields. Cuvillier, Göttingen, S 111
Kohlschmid E, Sauerborn J, Müller-Stöver D (2009) Impact of Fusarium oxysporum on the holoparasitic weed Phelipanche ramosa: biocontrol efficacy under field-grown conditions. Weed Res 49(Suppl 1):56–65
Lolas PC (1986) Control of broomrape (Orobanche ramosa) in tobacco (Nicotiana tabaccum). Weed Sci 34:427–430
Lolas PC (1994) Herbicides for control of broomrape (Orobanche ramosa L) in tobacco (Nicotiana tabacum L). Weed Res 34:205–209
Müller-Stöver D, Kroschel J (2005) The potential of Ulocladium botrytis for biological control of Orobanche spp. Biol Control 33:301–306
Musselman LJ (1980) The biology of Striga, Orobanche, and other root-parasitic weeds. Ann Rev Phytopath 18:463–489
Musselman LJ (1986) Taxonomy of Orobanche. In: Ter Borg ST (Hrsg) Proceedings of a workshop on biology and control of Orobanche. Wageningen, S 2–10
Musselman LJ, Bolin JF (2008) New infestation of branched broomrape, Orobanche ramosa (Orobanchaceae), on black medic, (Medicago lupulina) (Fabaceae), in Virginia. Plant Dis 92:315–315
Panetta FD, Lawers R (2007) Evaluation of the Australian branched broomrape (Orobanche ramosa) eradication program. Weed Sci 55:644–651
Parker C (2009) Observations on the current status of Orobanche and Striga problems worldwide. Pest Manage Sci 65:453–459
Parker C, Riches CR (1993) Parasitic weeds of the world: biology and control. Castlefield Press Limited, Kettering
Qasem JR, Foy CL (2007) Screening studies on the host range of branched broomrape (Orobanche ramosa). J Hortic Sci Biotechnol 82:885–892
Rubiales D (2003) Parasitic plants, wild relatives and the nature of resistance. New Phytol 160:459–461
Rubiales D, Sadiki M, Roman B (2005) First report of Orobanche foetida on common vetch (Vicia sativa) in Morocco. Plant Dis 89:528
Rubiales D, Fernandez-Aparicio M, Wegmann K (2009) Revisiting strategies for reducing the seedbank of Orobanche and Phelipanche spp. Weed Res 49(Suppl. 1):23–33
Sauerborn J (1991) Parasitic flowering plants. Verlag Josef Margraf, Stuttgart, S 127
Uckele E (2002) Die Möglichkeiten der Orobanche-Bekämpfung. Dtsch Tabakanbau 81:6–7
Uhlich H, Pusch J, Barthel KJ (1995) Die Sommerwurzarten Europas. Westarp Wissenschaften, Magdeburg
Veronesi C, Delavault P, Sirnier P (2009) Acibenzolar-S-methyl induces resistance in oilseed rape (Brassica napus L.) against branched broomrape (Orobanche ramosa L.). Crop Protect 28:104–108
Wegmann K (1999) Die Orobanche und Möglichkeiten der Bekämpfung im deutschen Tabakanbau. Der deutsche Tabakbau 78:11–13
Zehhar N, Labrousse P, Arnaud MC, Boulet C, Boya D, Fer A (2003) Study of resistance to Orobanche ramosa in host (oilseed rape and carrot) and non-host (maize) plants. Eur J Plant Pathol 109:75–82
Danksagung
Wir möchten Herrn Dr. N. Billenkamp von der LTZ Augustenberg für die kontinuierliche Unterstützung, Informationsauskunft und Durchsicht des Manuskriptes danken. Des Weiteren möchten wir uns bei Frau W. Schwär vom Beratungsdienst Tabakbau Baden Württemberg e. V. und bei Herrn R. Wachowski von der EZG Südwest-Tabak w. V. für ihre Mithilfe bedanken.
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Kohlschmid, E., Müller-Stöver, D. & Sauerborn, J. Ausbreitung des parasitischen Unkrauts Phelipanche ramosa in der deutschen Landwirtschaft. Gesunde Pflanzen 63, 69–74 (2011). https://doi.org/10.1007/s10343-011-0249-7
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